UNIVERSIDAD NACIONAL SAN LUIS GONZAGA FACULTAD DE AGRONOMIA “Identificación de especies fúngicas asociadas al decaimiento de plantas en el cultivo de arándano (Vaccinium corymbosum) en la Región Ica y el valle de Cañete”. TESIS PARA OPTAR EL TITULO DE: INGENIERO AGRÓNOMO PRESENTADO POR: Estacio Yalan Christian Ivan ICA – PERU 2019 INDICE INTRODUCCION Pag. 4 CAPITULO I: MARCO TEORICO Pag. 6 1.1.Antecedentes del problema de investigación Pag. 6 1.1.1. Antecedentes a nivel internacional Pag. 6 1.1.2. Antecedentes a nivel nacional Pag. 7 1.1.3. Antecedentes a nivel local Pag. 7 1.2. Marco conceptual Pag. 8 1.2.1. El cultivo Pag. 8 1.2.2. Descripción y botánica sistemática Pag. 9 1.2.3. Condiciones agroclimáticas Pag. 11 1.2.4. Fenología del arándano Pag. 12 1.2.5. Patógenos asociados al arándano Pag. 14 a) Alternaria spp. Pag. 14 b) Botrytis sp. Pag. 15 c) Phytophthora spp. Pag. 16 d) Lasiodiplodia spp. Pag. 18 e) Pestalotia sp. Pag. 19 f) Roya Pag. 20 CAPITULO II: PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA DE INVESTIGACION 2.1. Formulación del problema Pag. 22 2.1.1. Problema general Pag. 22 2.1.2. Problema especifico Pag. 22 2.2. Justificación e importancia de la investigación Pag. 23 2.2.1. Justificación Pag. 23 2.2.2. Importancia Pag. 23 2.3. Objetivos de la investigación Pag. 24 2.3.1. Objetivos generales Pag. 24 2.3.2. Objetivos específicos Pag. 24 2.4. Hipotesis de la investigación Pag. 24 2.4.1. Hipotesis general Pag. 24 2.4.2. Hipotesis específica Pag. 24 CAPITULO III: ESTRATEGIA METODOLOGICA Pag. 25 3.1. Ubicación del trabajo experimental Pag. 25 3.2. Zonas de muestreo Pag. 25 3.3. Caracterización de los aislados Pag. 26 3.3.1. Caracterizacion cultural Pag. 26 3.3.2. Conservación Pag. 26 3.3.3. Identificación Pag. 26 CAPITULO IV: PRESENTACION, INTERPRETACION Y DISCUSION DE RESULTADOS 4.1. Resultados Pag. 28 4.1.1. Observacion de síntomas Pag. 28 a) Sintomas en hojas Pag. 28 b) Síntomas en tallo Pag. 28 c) Síntomas en flores y frutos Pag. 29 d) Síntomas en raíces y raicillas Pag. 29 2 4.1.2. Obtención de los aislamientos Pag. 32 4.1.3. Caracterizacion morfológica de los aislados Pag. 33 4.1.3.1. Caracterización de los aislamientos de Alternaria sp. Pag. 33 4.1.3.2. Caracterización de los aislamientos de Botrytis sp. Pag. 34 4.1.3.3. Caracterización de los aislamientos de Lasiodiplodia sp. Pag. 34 4.1.3.4. Caracterización de los aislamientos de Pestalotia sp. Pag. 35 4.1.3.5. Caracterización de los aislamientos de Phytophthora sp. Pag. 35 4.1.3.6. Caracterización de la roya Pag. 37 4.1.4. Aislamientos obtenidos según su procedencia Pag. 44 4.2. Interpretación y discusión de resultados Pag. 48 CAPITULO V: COMPROBACION DE HIPOTESIS Pag. 51 CAPITULO VI: CONCLUSIONES Pag. 52 CAPITULO VII: SUGERENCIA Pag. 53 CAPITULO VIII: BIBLIOGRAFIA Pag. 54 3 INTRODUCCION El arándano (Vaccinium spp) es una planta originaria de América del Norte, donde crece en forma silvestre y cuyo fruto es una baya. Generalmente se cultivan dos tipos de arándano: Lowbush blueberry (Vaccinium angustifolium) que comprende las especies más pequeñas y Highbush blueberry (Vaccinium corymbosum) que abarca los arbustos más grandes, dentro de los cuales se encuentran muchas variedades comerciales. El género Vaccinium es originario del Hemisferio Norte, concretamente de Norteamérica (EE.UU. y Canadá), América Central, Europa (Alpes, Apeninos centrales, Pirineos) y Eurasia. Este género comprende unas 30 especies, siendo un grupo muy reducido las empleadas comercialmente Salas (2017) describe el arándano produce un fruto tipo baya de 1,5 - 2,0 cm de diámetro y de 1,5 - 4,0 g de peso, de color azul cuando alcanza la madurez y esta cubierta de una cera a la que se llama pruina; en su parte superior el arandano presenta una especie de cicatriz, o una estrella de cinco puntas, la cual es más apreciada cuando es pequeña y seca. La piel es firme y su pulpa es jugosa y aromatica, su sabor es agridulce. Los frutos del arandano son bastantes delicados y perecibles, los cuales maduran de forma iregular siendo necesario realizar su cosecha durante varias semanas, ya que es una fruta de corta vida de conservación. Según MINAGRI (2016) este tipo de fruto, perteneciente a la familia de los berries, posee diversas propiedades benéficas para la salud humana, dentro de las cuales se pueden resaltar sus capacidades antioxidantes y adelgazantes., las cuales lo convierten en un cultivo de alto crecimiento en el mercado internacional. La palabra “berry”, en plural “berries” en inglés, se emplea para denominar a las “bayas”, término equivalente en castellano Para Rodarte, et al. (2008) los arándanos (Vaccinium corymbosum L.) son considerados por ser una buena fuente de compuestos fenólicos y son apreciados por su alta actividad antioxidante. Debido al creciente conocimiento en salud y la aparente relación de fitoquimicos y la prevención de enfermedades 4 crónicas, el contenido y la actividad fisiológica de compuestos fenólicos en arándanos ha sido estudiado. Como resultado, el perfil fenólico y su composición cuantitativa de los arándanos está bien documentada. Al año 2017 los países con mayor producción en toneladas de arandano en el mundo son Estados Unidos (236621), Canada (160246), Perú (52301), Mexico (36700), España ( 35355), Polonia (16343), Alemania (13805), Portugal (9840), Francia (8916), Paises bajos (8729). Estados Unidos y Canada son los mayores productores de arándanos cultivados con 223 millones de Kg sobre una superficie de casi 44000 ha. MINAGRI (2016) indica que pese a que el arándano inició su cultivo en el Perú recién entre los años 2007-2008, las áreas cultivadas al 2015 se estiman en alrededor de 2,5 mil hectáreas y una producción de 10,3 mil toneladas, que casi en su totalidad es exportado. En el Perú la producción exportable data del año 2013. En el país se trabaja con pocas variedades siendo Biloxi, con una capacidad máxima de producción de 3 kg por planta, la variedad que concentra el 90% del cultivo en el Perú. En una actualización del MINAGRI al 2019, en el Perú la producción de arándanos crecio a una tasa promedio de 206.% entre el 2012 al 2018. En el 2018 la producción de este fruto registro 89735 toneladas siendo La Libertad y Lambayeque las regiones mas productoras del país. Los principales mercados destino de los arandanos fresco peruanos durante el año 2018 son Estados Unidos que adquirio 54% de total, seguido por Holanda 21%, Inglaterra con 9%, China con 6% y España con 4%. 5 CAPITULO I: MARCO TEORICO 1.1.ANTECEDENTES DEL PROBLEMA DE INVESTIGACION 1.1.1.ANTECEDENTES A NIVEL INTERNACIONAL Hartman, et al. (2016) realizo en Estados Unidos un trabajo de identiicacion de enfermedades en arándano, donde ha reportado a un grupo de hongos, que incluyen a Phomopsis vaccinii, Fusicoccum putrefaciens, Botryosphaeria corticis y B. dothidea, estos hongos inducen la formación de cancros, los cuales resultan en una muerte regresiva de tallos y ramas. En su investigación describe que los síntomas comienzan sobre pequeñas ramas y luego se disemina hacia las ramas más grandes y la corona. Algunos tallos infectados pueden presentar un síntoma de color marrón rojizo y pueden tener un patrón anillado, la lesión también puede ocasionar una decoloración del tejido leñoso. También se ha citado a la pudrición de raíces por Phytophthora cinnamomi, la cual esta asociada con campos con pobre drenaje en infecciones avanzadas, las raíces absorbentes se tornan de marrón a negro, dentro de la corona se puede observar una decoloración marrón rojiza, la planta externamente se observa con decaimiento, los síntomas en hojas incluyen clorosis y enrojecimiento, defoliación, muerte regresiva y muerte de la planta. En el fruto las enfermedades reportadas son Monilia vaccinii-corymbosi el cual produce un atizonaminto de flores y frutos hasta producir momificación. La antracnosis de frutos provocado por Colletotrichum gloeosporioides, este hongo produce pudrición de la fruta en almacen. Finalmente el moho gris producido por Botrytis cinerea el cual produce sobre maduración y pudrición del fruto, también causa cancros en el tallo similar a otros hongos. En latinoamerica también se han realizado numerosas investigaciones sobre enfermedades en arándanos. En Argentina las enfermedades citadas por Wright, et al. (2013) en dicho país incluyen atizonamiento de tallos y hoja por Pestalotiopsis guepini y Glomerella cingulata. Atizonamiento por Phomopsis vaccinii, manchas en hojas y tallos causado por Alternaria tenuissima, Pudricion de raíces por Phytophthora sp. 6 Polashock (2017) mediante el portal web de the American Phytophathology Society (APS) (Apsnet.org) tiene actualizado hasta el año 2017 un listado completo de los agentes causales considerados causantes de enfermedades en el cultivo arándano, el cual comprende organismos como bacterias, hongos, nematodos, oomycetos y virus. 1.1.2.ANTECEDENTES A NIVEL NACIONAL En el Perú, existen investigaciones con respecto a la identificación de organismos causantes de enfermedades en el cultivo de arándano realizado por instituciones publicas y universidades privadas y estatales. Sin embargo la información y el conocimiento de las enfermedades es muy extenso y variable según las zonas de experimentación, debido al continuo crecimiento en el número de áreas sembradas de arándano en el Perú, el cambio climático, la introducción de nuevo material vegetal desde el extranjero, la adaptación de nuevos patógenos. Los trabajos de investigación sobre identificación de hongos fitopatógenos en arándano a nivel nacional resultan escazos e insuficientes, además la bibliografía de dichos trabajos esta reservada para instituciones , por eso es necesario la realización de más trabajos de este tipo con el fin de aportar una bibliografía útil para la investigación. 1.1.3.ANTECEDENTES A NIVEL LOCAL El cultivo de arándano en la región de Ica data su ingreso en el 2013, por tanto la investigación en cuanto a temas fitosanitarios es escaza, representando una importante necesidad a resolver. A nivel regional la investigación sobre identificación de enfermedades del cultivo de arándano es inexistente, por lo que este trabajo seria es primer acercamiento al diagnostico de hongos y oomycetos causantes de enfermedades en este cultivo. 7 1.2.MARCO CONCEPTUAL 1.2.1 EL CULTIVO: Medina y Sánchez (2014) señalan que el género Vaccinium comprende a un grupo de arbustos que incluye a todas las especies llamadas arándanos. Este género contiene alrededor de 450 especies incluyendo la especie Corymbosum la cual es conocida comercialmente como el arándano azul o “Blueberry”. Pino C. (2007) indica que los arándanos son nativos de Norteamérica donde crecen a lo largo de los bosques y regiones montañosas de los E.E.U.U y Canadá. Aunque el hábitat de esta especie es principalmente las regiones frías del hemisferio norte, actualmente muchas de estas especies también son cultivadas en el hemisferio sur como Australia, Nueva Zelanda y en algunos países de América del Sur principalmente Chile, Argentina . Sudsuki F. (2002) describe al arándano azul (V. corymbosum L.), es un frutal arbustivo nativo de Norteamérica, pertenece al orden Ericales, familia Ericaceae, género Vaccinium. Esta planta se originó de múltiples cruzamientos entre diferentes especies de Vaccinium que dieron origen a una planta tetraploide la cual, luego de sucesivos mejoramientos ha dado origen al “arándano alto”. El género Vaccinium está compuesto por más de 30 especies, pero solo un pequeño grupo tiene importancia comercial. Forbes, et al. (2009) menciona que el arándano constituye uno de los principales cultivos en auge en este último tiempo. Este es un fruto no tradicional muy apreciado en los mercados estadounidense y europeo (principalmente en Norteamérica) por su sabor, propiedades y características. También agrega que el arándano es una fruta muy apreciada por los países del hemisferio norte, principalmente EE.UU. y algunos países de Europa, tales como los países bajos, Francia, Italia e Inglaterra, donde su consumo es tradicional. Sin embargo Estados Unidos es el principal productor, consumidor, exportador e importador de arándanos del mundo. EE.UU es un mercado maduro, o sea se consume el arándano en todas sus modalidades desde el fresco hasta el procesado y se está sustituyendo el consumo de otras frutas a medida que el arándano está disponible todo el año en los supermercados, y los hábitos de consumo cambian de estivales a anuales. Europa está en crecimiento, y va rumbo a convertirse en 8 un mercado similar en volumen al norteamericano. Siguiendo los cambios de hábitos hacia el consumo de frutas y hortalizas y la vinculación de esta fruta con lo silvestre. 1.2.2. DESCRIPCION Y BOTANICA SISTEMATICA Cabello (2005) describe a la especie V. corymbosum como un arbusto cuya altura está comprendida entre 1,5 y 7 metros. Se trata de un arbusto de porte alto que crece sobre suelos ácidos y húmedos. Presenta hojas caducas, grandes, con forma ovalo-lanceolada de márgenes ligeramente dentados. Sus flores reunidas en inflorescencias en racimo son de color blanco-rosadas con aspecto acampanado. Su fruto es una falsa baya de color negro-azulado con la epidermis cubierta de secreciones cerosas. Según MINAGRI, (2016) son arbustos que alcanzan alturas que van desde unos pocos centímetros hasta 2,5 metros, sus hojas son simples y caedizas, su forma varia de ovalada a lanceolada, se distribuyen en forma alterna a lo largo de la ramilla, los estomas están ubicados exclusivamente en el envés de las hojas en densidades de hasta 300 por mm cuadrado. El fruto es una baya redondeada, de 7 a 9 mm de diámetro, de color negro azulado, cubierta de pruina azul y con un ribete en lo alto a modo de coronita, su carne, de un agradable sabor agridulce, es de color vinoso, y en la parte central contiene diversas simienes. Está provisto de un sistema radicular superficial, de raíces finas, fibrosas y de poca extensión. No cuenta con pelos radiculares, por lo tanto, las raíces más jóvenes son las encargadas de la absorción. El sistema radicular del arándano, aunque requiere de una humedad constante, es muy sensible a terrenos con pobres drenajes y en condición de saturación podrían morir. Las hojas son simples, se distribuyen en forma alterna en la ramilla, varían entre uno a ocho cm en el largo y la forma puede ir de ovada a lanceolada. Hay estomas solamente en el envés de las hojas encontrándose en densidades de 300 por mm2 9 Las flores son perfectas, están en racimos que emergen de yemas laterales simples. La flor del arándano está compuesta por un ovario unido al cáliz; tiene entre cuatro a cinco celdas con uno o más óvulos en cada lóculo; el pistilo consiste en un tubo filiforme que termina en un estigma pequeño no modificado. La flor tiene entre ocho a 10 estambres insertos en la base de la corola. Florece generalmente en racimos axilares, pero también se pueden dar en forma terminal Buzeta (1997) señala que el fruto corresponde a una baya casi esférica que varía en tamaño desde 0,7 a 1,5 cm de diámetro. Dependiendo de la variedad, su color va desde azul claro hasta un negro intenso, posee secreciones cerosas que le dan una terminación atractiva. Es un fruto que presenta un bajo nivel de calorías y un alto número de compuestos beneficiosos para la salud humana, como anticancerígenos y antioxidantes que previenen variadas enfermedades . Guerrero, et al. (2013) ha clasificado taxonómicamente el arándano azul está de la siguiente manera : Reino: Plantae Subreino: Tracheobionta División: Magnoliophyta Clase: Magnoliopsida Orden: Ericales Familia: Ericaceae Subfamilia: Vaccinioideae Tribu: Vaccinieae Género: Vaccinium Especie: V. corymbosum L. 1.2.3.CONDICIONES AGROCLIMATICAS 10 Undurraga y Vargas (2013 describen que el sistema radicular del arándano está compuesto principalmente por raíces finas y fibrosas que se concentran en un 80% a 50 cm de profundidad del suelo, es decir, muy cerca de la superficie. Estas raíces fibrosas carecen de pelos radicales y tienen relativamente baja capacidad de absorción. Las raíces del arándano no son capaces de atravesar superficies de suelo compactas y requieren de suelos sueltos y bien drenados, con buen contenido de materia orgánica (3% a 5%). Los arándanos crecen bien en suelos ácidos con pH entre 4,4 y 5,5. En Opinion de Wach D.(2008) el arandano tiene requisitos muy específicos con respecto al suelo, el cultivo crece con éxito en suelos ligeros, bien aireados, con contenido de humus, de pH acidos donde el optimo del suelo es de 3.8 a 4.5. Los suelos con altos contenidos en fósforo o calcio no son buenos para esta especie. El clima para el arándano puede variar de acuerdo a la zona de producción, por ende a la variedad cultivada, pero en marcos generales tiene un requerimiento de frío invernal entre 650 a 850 horas frío bajo 7,2º C, para asegurar una floración pareja y abundante en primavera. Sánchez (2006) señala que los arándanos crecen dentro de una amplia gama de climas debido a que sus requerimientos de frío van desde las 400 a 1.100 horas- frío (≤ 7,2°C), por lo que se les cultiva en Norteamérica, desde el Este de Canadá hasta algunas regiones del sur de Estados Unidos. Percival, et al. (2003) indica que los arándanos azules se adaptan a suelos con alta disponibilidad de hierro y magnesio, además se pueden desarrollar en suelos arenosos pobres en nutrientes y ricos en materia orgánica, por lo que son considerados sensibles a la fertilización excesiva. Los bajos requerimientos de fertilización de arándanos cultivados son relativamente más pequeños que para otros cultivos de bayas, las aplicaciones de fertilizantes equilibrados y precisos puede mejorar el estado nutricional, crecimiento, desarrollo, rendimiento y calidad. Hernández (2014) señala que cada uno de los nutrientes tiene funciones específicas en el metabolismo de las plantas, sin embargo el potasio es uno de los elementos esenciales por la función que desempeña en procesos de osmoregulación y regulación estomatal, activación de enzimas, síntesis de 11 proteínas, fotosíntesis, carga de floema, transporte y absorción y neutralización de aniones en procesos biológicos y químicos que pueden modificar la resistencia o susceptibilidad a las enfermedades. No solo el potasio se encuentra directamente relacionado con el rendimiento, tamaño y firmeza del fruto. Ya que junto con el calcio proporciona firmeza, sanidad y mayor vida postcosecha. El nitrógeno es responsable del crecimiento, productividad, vigor de planta y actividad enzimática. 1.2.4.FENOLOGIA DEL ARANDANO Rivadeneira et al. (2005) explica que el ciclo anual del arándano comprende las etapas vegetativas y reproductivas las cuales se encuentran modificadas por las condiciones ambientales y las prácticas de manejo. La fenología relaciona el crecimiento, desarrollo y los cambios morfológicos observables en la planta con las condiciones climáticas. Durante el otoño e invierno las plantas de arándano se encuentran en un periodo de dormancia, visible a nivel de cultivo por el cambio de color del follaje; el desarrollo de la dormancia y la resistencia al frio es un proceso gradual que se inicia con el acortamiento de los días y la disminución de la temperatura en Otoño. Luego de este periodo cuando las plantas acumulan las horas de frio requeridas según la variedad y entran a la etapa de brotación floración. Maust et al. (1999) señala que la etapa de floración inicia en los meses de primavera en donde se observa ruptura de yemas florales, en esta etapa se produce la polinización y fecundación de las flores, esta etapa depende de condiciones ambientales, factores biológicos como precencia de polinizadores y medidas de manejo. Una vez que la la flor se fecunda se produce el cuajado del fruto que es visible mediante la caída de la corola. Luego del cuajado se produce el aumento del tamaño del fruto y posteriormente el cambio de color del mismo el cual indica el proceso de maduración y el momento de inicio de cosecha en verano. La bibliografía anterior explica los estados fenológicos del arándano en zonas donde hay estaciones anuales muy marcadas y diferenciadas, donde las 12 temperaturas en invierno descienden cerca a los 0° como Argentina, Estados Unidos, Canada. Para las condiciones climatológicas presentes en Perú, la fenología del arándano es muy variable dado a la diversidad de climas que existen en las zonas productoras. En la zona Chincha y Cañete, el inicio del ciclo comienza con la poda que se da en verano especialmente en los meses Enero, Febrero. A esto, le sigue una labor de sanitizado, donde consiste en aplicar una pasta de Sulfato de cobre, con el fin de asegurar la cicatrización de las heridas dejadas por la poda y evitar el ingreso de hongos de madera como Lasiodiplodia sp. y Pestalotia sp. Posterior a la poda, las ramas podadas empezaran a brotar, el crecimiento vegetativo de los brotes continuara hasta el comienzo de la floración que sucede en los meses de Abril y Mayo. Las hojas nuevas resultantes de los nuevos brotes son suceptibles a Alternaria sp. y Roya. Los frutos continuarán el cuajado y pintado en los meses Mayo y Junio. En estos meses de mitad de año resulta ser el periodo crítico para B. cinérea dado que se dan condiciones de alta humedad que le resulta favorable para su desarrollo. Finalmente la cocecha inicia al final de Junio hasta Setiembre, pudiendo prolongarse hasta Noviembre y Diciembre, esto se debe a que el arándano se encuentra en constante brotamiento y floración. La mayoría de productores establece la fecha de la poda, con el fin de que la cosecha pueda coincidir con la ventana comercial donde existe mayor retorno económico. 1.2.5. PATOGENOS ASOCIADOS AL ARANDANO Undurraga y Vargas (2013) opinan que el arándano es una especie vigorosa, de rápido crecimiento y altos rendimientos, pero susceptible a varias enfermedades que pueden alterar su desarrollo, acortar su vida productiva y afectar la calidad 13 y cantidad de fruta. La alta densidad de plantas los altos niveles de nutrientes que se utilizan para mantener máximos niveles productivos, facilita el establecimiento y diseminación de enfermedades. Por consiguiente, es importante conocer las patologías de esta especie, de manera de prevenir que las enfermedades se establezcan y vuelvan improductivo las plantaciones. a) Alternaria spp. Zhu y Xiao (2015) señalan que el principal hongo responsable de causar manchas foliares y pudrición de frutos en postcosecha de arándanos es Alternaria spp. Las investigación indican que Alternaria tenuissima es el agente causal primario de dichas enfermedades. Todas las especies de Alternaria spp. descritas en los reportes, señalan que exhiben una considerable similitud morfológica. Morchini, et al. (2014) indican que la ocurrencia, desarrollo y dispersión de la enfermedad depende el efecto integrado del patógeno, hospedante y condiciones ambientales. A. tenuissima es el patógeno que causa mayor incidencia produciendo manchas foliares. La sintomatología es muy variable, la más común consiste en la aparición de manchas de forma irregular en las hojas, también produce tizones en ramas y pudrición de frutos en pre y post cosecha. Se trata de un patógeno necrótrofo, es decir que mata las células del hospedante y obtiene su alimento y energía a través de ellas . Rivera, et al. (2009) recomiendan que el control preventivo consiste en eliminar órganos afectados, disminuir la humedad foliar y evitar condiciones de estrés manteniendo el cultivo bien fertilizado y regado. Cuando aparecen los primeros síntomas en hojas y/o tallos, se recomiendan aplicaciones de fungicidas foliares las cuales constituyen la principal herramienta a utilizar para minimizar daños. Greco et al. (2012) en su investigación indican qie el crecimiento de especies de Alternaria spp. en arándanos es problemático especialmente desde que las investigaciones probaron que podría resultar en una acumulación de micotoxinas. Las principales micotoxinas pertenecen a tres clases de estructuras: el ácido tenuazonico (TA), alternariol (AOH), alternariol metilado (AME). La toxicidad del ácido teniazonico ha sido reportada en plantas y 14 especies de animales como conejillos de guinea, conejos, perros, y mono. El alternariol y el alternariol metilado son considerados como agentes mutagenicos y citotóxico para células bacterianas y de mamíferos, y además se sospecha que son cancerígenas. Estas dos últimas toxinas causan una acción débil individualmente pero muestran un efecto sinérgico estando ambos presentes al momento de la infección. Torres (2015) señala que las condiciones favorable para el establecimiento de conidias de Alternaria spp. son lluvias mayores a 2 mm, presencia de humedad sobre la hoja mayor a 10 horas y temperaturas que oscilen entre 18 a 28ºC. b) Botrytis sp. Agrios (2005)indica que el moho gris es causado por el hongo Botrytis cinerea Pers. ex Fr, el cual es un importante patógeno de frutos y vegetales almacenados, cultivos ornamentales y viveros. Este patógeno aparece abundantemente a través del año como saprofito y parásito facultativo, volviéndose en ocasiones muy agresivo si las condiciones son favorables (clima húmedo y templado frío, lluvia y rocío), cobrando gran importancia económica. Los autores Barnett y Hunter (1998) describen en su libro que B. cinerea tiene un conidióforo alto, determinado, hialino o pigmentado, ramificado apicalmente en la porción superior, la célula apical del conidióforo es alargada o redondeada, de las cuales nacen cluster de conidias simultáneamente sobre cortos dentículos, las conidias son del tipo botryoblastosporas que pueden ser hialinas o gris, son unicelulares de forma ovoide. Si presenta esclerotes son de color negro y de forma irregular. Causa la enfermedad del moho gris en muchas plantas, también tiene comportamiento saprofítico (). Cabello (2005) menciona que durante el invierno el patógeno permanece en el suelo como micelio o esclerocios, en los restos de las plantas en descomposición. El hongo no parece contaminar las semillas pero puede desarrollarse en semillas contaminadas con esclerocios o trozos de plantas infectadas. B. cinerea necesita de una temperatura de entre 18 y 23 ºC y de una elevada humedad para su óptimo crecimiento, esporulación, liberación y germinación de conidias, y establecimiento de la infección. 15 Ciampi et al (1993) describe que la infección del hospedero ocurre a partir de la germinación de las conidias que se han depositado en la superficie del mismo, desarrollándose inicialmente un micelio superficial saprofítico, pero luego puede invadir tejidos susceptibles. Bajo condiciones frescas y húmedas el hongo produce una cubierta algodonosa característica llamada “moho gris”, con abundante micelio y conidias, las cuales pueden causar infecciones posteriores y propagar el patógeno hacia otras plantas. Undurraga y Vargas (2013) explican que en primavera, los esclerocios germinan produciendo estructuras reproductivas (conidióforos y conidias) de color plomizo, constituyéndose en la principal fuente de inóculo para el resto de la temporada. Las conidias son diseminadas por el viento y pueden colonizar cualquier tejido de la planta, excepto las raíces, si las condiciones ambientales lo permiten. El hongo puede vivir a expensas de tejidos sanos y en descomposición, con lo cual aumenta aún más las posibilidades de reproducirse. Durante el invierno el micelio del hongo se agrega en sí mismo y forma los esclerocios, las cuales son estructuras de resistencias duras, compactas y de color negro. La incidencia y severidad son mayores cuando hay lluvias de primavera y verano, excesos de nitrógeno en la planta, daño por heladas y heridas. c) Phytophthora spp. Según Hardham (2005) Phytophthora cinnamomi Rands fue aislado por primera vez en arboles de Canela en Sumatra en 1922. Es heterotalico con mating types A1 y A2. Las estructuras de reproducción asexual llamadas zoosporas son biflageladas, estas esporas son atraídas a los lugares de infección debido a la presencia de sustancias, cuando estas atacan e invaden la planta, en unos pocos días las hifas se ramifican a través del tejido de las plantas susceptibles. Cuando las condiciones son favorables, las hifas somáticas forman esporangios sobre la superficie del tejido y rápidamente amplifican el inoculo de la enfermedad. Los esporangios a través de un proceso de clavaje liberan de 20 a 30 zoosporas biflageladas uninucleadas. Las zoosporas enquistan las paredes de tejido de las raíces absorbentes, forman el tubo germinativo y penetra al interior de la planta. Este ciclo asexual puede repetirse muchas veces incrementando el inoculo 16 potencial en un área infectada. Se sabe que P. cinnamomi puede sobrevivir hasta 6 años en el suelo. De Silva, et al. (1999) describieron en su articulo a la pudrición de raíz por P. cinnamomi como una severa enfermedad en el arándano especialmente en suelo pobremente drenados. El síntoma foliar incluye clorosis, enrojecimientos y defoliación. Las raíces infectadas llegan a volverse necróticas. Las condiciones de humedad del suelo estimulan la germinación de clamidosporas y esporangios, y el encharcamiento incrementa la severidad de la enfermedad. Para el autor Ward (2013), P. cinnamomi causa una severa muerte regresiva y frecuentemente esto resulta en una eventual muerte de planta. Las lesiones comienzan sobre las pequeñas raíces de absorción, después avanza a las raíces principales y luego eventualmente aparece sobre la corona. Sin embargo los síntomas aéreos pueden ser notados antes de examinar las raíces, los síntomas aéreos son inicialmente amarillamiento o enrojecimientos de hojas, seguido por quemaduras marginal de hojas. La falta de captación de agua causada por la pérdida de raíces provoca un impedimento de desarrollo, ausencia de crecimiento de brotes nuevos, y muerte de brotes y hojas terminales. En infecciones avanzadas los síntomas incluyen defoliación, muerte regresiva de ramas hasta muerte de la planta. P. cinnamomi es un pseudohongo que infecta y destruye raíces cuando el suelo está húmedo, requiere además de agua libre para sobrevivir y reproducirse. Las zoosporas tienen flagelos que son estructuras parecidas a un látigo que lo ayudan a su movimiento, la humedad del suelo provee un medio al patógeno para moverse dentro de las zonas radiculares. Los suelos pesados con un drenaje lento crean las óptimas condiciones para una rápida infección. Una vez establecido, el patógeno produce clamidospora que son estructuras de sobrevivencia, estas pueden sobrevivir una variedad de climas extremos incluyendo calor y sequias, cuando las condiciones ambientales vuelven a ser las óptimas el patógeno rompe su estado invernal e infecta nuevas plantas susceptibles. d) Lasiodiplodia spp. 17 El autor Sutton (1980) en su libro de identificación de Coelomycetos, resalta que Lasiodiplodia spp. es el nombre genérico correcto que adopta el patógeno de plantas tropical y subtropical conocido anteriormente como Botryodiplodia sp. La conidia madura de pared engrosada y con ligeras estrías son los elementos para su diagnosis. El micelio de este hongo es ramificado, septado y de color marrón puede encontrarse inmerso o superficial sobre el tejido hospedante. El hongo forma una estructura conidiomata solitaria o agregada de forma globosa, de consistencia carbonosa de color marrón que puede ser uni o multilocular. Las conidias cuando son jóvenes son hialinas, luego llegan a ser de color marron oscuro a la madurez, con una septa media, son de forma elipsoidal, con base trunca con estrías longitudinales del ápice a la base . Lasiodiplodia theobromae es el agente causal de numerosas enfermedades de plantas en una gran variedad de hospederos. Los cultivos hortofrutícolas son particularmente sensibles a la infección por este hongo. Está asociado a una muerte regresiva de las plantas infectadas Según Picos et al. (2014) L. theobromae es la especie tipo del genero Lasiodiplodia, el cual es un hongo que fue descrito por primera vez en 1980 por Saccardo afectando arboles de cacao. La enfermedad causada por este hongo incluye muerte regresiva, gomosis, tizon de hojas y pudrición de raíces sobre plantas leñosas. L. theobromae es saprófito pero se le considera un patógeno latente, encontrándose como endófito en tejidos sanos de la planta, convirtiéndose en patógeno cuando el hospedero está debilitado o estresado. Wright y Harmon (2010). han considerado a Lasiodiplodia sp. como un hongo vascular que ha llegado a representar un importante problema en plantas de arándano, el patógeno entra a través de botones florales, lenticelas, estomas , heridas y colonizan el sistema vascular. En plantas de arándano en plena producción se han identificado síntomas como atizonamiento de tallo y muerte regresiva que resulta en una prematura mortalidad de plantas. Los síntomas también incluyen enrojecimiento de las ramas afectadas. Internamente en el tallo se produce una oclusión parcial o completa de los haces vasculares lo que resulta en una decoloración marrón en una de los lados de las ramas afectadas. En casos severos, la infección progresa dentro de la corona de la planta y esto 18 resulta en una muerte regresiva que se ramifica sistémicamente en un periodo de semanas o meses, lo que eventualmente mata a la planta. e) Pestalotia sp. Según Agrios (2005), el tizón de tallos causado por Pestalotia vaccinii. causa a la vez manchas foliares y pudrición de frutos en post cosecha. Pertenece a la familia Melanconiaceae, la cual forma parte de un gran grupo de hongos conocidos como mitospóricos o anteriormente conocido como imperfectos. Su reproducción es mediante conidias, es decir esporas asexuales contenidas en acérvulos. Los acérvulos son cuerpos fructíferos asexuales característicos de la familia Melanconiaceae y están constituidos por un conjunto de hifas localizado por debajo de la epidermis o cuticula del hospedante. Sutton (1980) describe que las conidias son de forma fusoide y septados, de tres a seis células, la célula apical presenta de dos a cuatro apéndices largos y la célula basal presenta solo un apéndice más corto. Las células centrales de la conidia son oscuras y las extremas son hialinas. Pestalotia sp. según Barnett y Hunter (1998), corresponde a un hongo parasítico o saprófito , es decir, se reproduce y desarrolla a expensas de su hospedante, ya sea vivo o 6 muerto. El hecho de poder desarrollarse sobre materia orgánica muerta indica que este género corresponde a un parásito no obligado, que vive gran parte o todo su ciclo de vida como parásito pero, en ciertas condiciones pueden desarrollarse de manera saprófita sobre la materia orgánica muerta, algunas especies de este género son aisladas frecuentemente del suelo. Para Gonzales et al. (2002) y France (2009), la infección de Pestalotia se ve favorecida por heridas en hojas, producidas por fuertes heladas o vientos , o por heridas producidas por la previa invasión de un patógeno primario o insectos. Sólo se produce en tallos nuevos, los que muestran clorosis del follaje y muerte de ramas, y en la base se produce un anillado de color café oscuro, con o sin partiduras en la corteza. En la zona del cuello se producen numerosos acérvulos, que levantan la corteza para liberar gran cantidad de conidias de color negro. En las hojas se produce una necrosis extensiva, de bordes definidos y similar a la 19 que produce B. cinerea, esta necrosis va acompañada de la formación de acérvulos similares a los que se producen en el tallo. f) Roya La roya del arándano Naohidemyces vaccinii (Wint.)Sato, es un hongo que anteriormente se llamaba Pucciniastrum vaccinii (Wint)Joerst. El patógeno fue reportado por primera vez en Hawai en 1921. Nelson (2008) en su investigación ha descrito a N. vaccinii como heteroica teniendo dos huéspedes en su ciclo de vida, Tsuga sp. es el hospedante alternante. En Estados Unidos y Canada donde Tsuga sp. habita, la roya tiene un ciclo de vida macrociclica descritas a continuación: Las Aeciosporas del aire infectan hojas jóvenes de arándano en primavera o próximas al verano. Las pústulas de la fase Uredo se desarrollan sobre el envés de las hojas del arándano. Las Uredosporas se forman en el interior de estas pustulas, pueden reinfectar otras plantas de arandano durante la temporada. La fase Telia se forma sobre el envés de las hojas de arándano en las temporadas de otoño e invierno. Al inicio de primavera, las teliosporas germinan formando basidias y basidiosporas. Las basidiosporas son liberadas de las hojas de arandano e infectan Tsuga sp. cercanas, sobre la cual se desarrollara la picnia. La fase Aecia se desarrolla sobre Tsuga sp. en la época cercana al verano, las aeciosporas son liberadas para infectar arandanos y comenzar el ciclo de la enfermedad de nuevo. Keith et al. (2008) ha descrito que los síntomas en hojas comienzan con manchas cloróticas de aproximadamente 1 mm que se expanden y desarrollan dentro anillos necróticos de color marrón rojizo con un halo clorótico. Las nuevas lesiones y uredosporas se mantienen apareciendo por un tiempo de 4 meses. La delofiación se produce sobre plantas donde la infección es severa. Las pustulas de color naranja conteniendo las uredoporas aparecen primero sobre la parte 20 biaxial de las hojas viejas y luego aparecen sobre nuevas hojas. Las uredosporas son elípticas a obovadas (19,4-24,8 x 15,2-19,8 μm ) con paredes gruesas y ligeramente ornamentada. CAPITULO II: PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA DE INVESTIGACION 2.1. FORMULACION DEL PROBLEMA 2.1.1.PROBLEMA GENERAL  Los estudios relacionados al cultivo de arándano son escasos. El principal problema fitosanitario que afecta a los huertos de arándanos (Vaccinium corymbosum L) corresponde a enfermedades fungosas (hongos). En los frutales se encuentran hongos que comprometen directamente al producto 21 cosechado al afectar, por ejemplo, floración, cuaja, formación de frutos o impactar en la post cosecha de la fruta.  No es posible establecer medidas de manejo de enfermedades que sean duraderas si no se conocen los patógenos que afectan a este cultivo en la zona.  Las enfermedades fungosas, cuando no se controlan a tiempo, causan las principales perdidas en los cultivos y post cosecha de arándanos, de hasta un 30 o 40% de la producción. En el valle de Ica aún no se han realizado estudios epidemiológicos, evaluación de incidencia y severidad, e identificación de patógenos en relación a este hospedante. 2.1.2.PROBLEMA ESPECIFICO  Para la identificación de hongos fitopatógenos es necesario la observación de sus estructuras somáticas y reproductivas. La observación de estas características y el uso de claves taxonómicas requiere de personal con entrenamiento en la identificación de fitopatógenos, lo cual es necesario para determinar el género y la especie del hongo. El tener una identificación correcta de los hongos fitopatogenos proporciona una herramienta útil para su adecuado control. 2.2.JUSTIFICACION E IMPORTANCIA DE LA INVESTIGACION 2.2.1.JUSTIFICACION La Región Ica por ser una zona semi tropical, seca con diferenciación de estaciones mayor que las mismas latitudes en otros lugares y al tener un invierno con temperaturas frías, y una primavera con temperaturas agradables, presenta un microclima ideal para la producción de arándano. El producto es comercial y ha demostrado su calidad al llegar en buen estado a los mercados europeos, permitiendo obtener buenos ingresos a los agricultores. 22 Dado el amplio crecimiento de las áreas de cultivo en el país, se han incrementado asimismo los problemas fitosanitarios en el cultivo. Para establecer estrategias de control y manejo duraderos que contribuyan al mejoramiento de la productividad del cultivo, es importante identificar las enfermedades en campos comerciales de arándano. 2.2.2.IMPORTANCIA El arándano es un cultivo de reciente ingreso en nuestro país, pero en poco tiempo se ha convertido en uno de los cultivos más rentables de nuestra oferta agroexportadora, por lo que todo factor que evite un efecto negativo en la productividad será valioso. Actualmente existe un total desconocimiento en nuestra zona de aspectos relacionados a la biología y comportamiento de los patógenos, componentes básicos para establecer medidas de manejo apropiadas y duraderas. La motivación de este estudio se basa en el daño económico que causan los patógenos asociados a las enfermedades en el cultivo del arándano, los cuales originan grandes pérdidas en las plantas cultivadas tanto en campo como en viveros si no se toman las medidas de control adecuadas. Los resultados de este estudio permitirán tener un mejor conocimiento de las enfermedades que afectan al cultivo y su influencia en la producción y calidad del fruto. Esto lograra minimizar los daños causados por los agentes infecciosos, maximizar la calidad del producto y rentabilidad del cultivo. 2.3.OBJETIVOS DE LA INVESTIGACION 2.3.1.OBJETIVOS GENERALES  Identificar las especies de hongos asociados al decaimiento de plantas de arándano en las zonas productoras de la costa peruana. 2.3.2.OBJETIVO ESPECIFICOS  Identificar especies de hongos previamente no citadas en la región de la investigación. 23 2.4.HIPOTESIS DE LA INVESTIGACION 2.4.1.HIPOTESIS GENERAL El crecimiento del cultivo de arándano en nuestra región puede propiciar a la introducción de nuevos agentes causantes de enfermedades en el cultivo. . 2.4.2.HIPOTESIS ESPECÍFICA El desconocimiento de las enfermedades en este cultivo puede conllevar a un mal entendimiento y mala toma de desiciones en el control de enfermedades. CAPITULO III: ESTRATEGIA METODOLOGICA 3.1.UBICACIÓN DEL TRABAJO EXPERIMENTAL: La fase de laboratorio del presente trabajo de investigación se llevó a cabo en el Laboratorio de Fitopatología del Departamento de Sanidad Vegetal, Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional San Luis Gonzaga de Ica, en el Fundo Arrabales. 3.2.ZONAS DE MUESTREO 24 Se colectaron muestra de arándano con lesiones procedentes de plantaciones jóvenes y adultas que presentaron síntomas de manchas foliares, flores y frutos con síntomas de necrosis y pudrición, ramas y tallos con síntomas de decaimiento, coronas, raíces y raicillas con síntoma de pudrición radicular de las diferentes zonas productoras del departamento de Ica. Las muestras colectadas se codificaron debidamente teniendo en cuenta la localidad, el fundo de procedencia, y fecha de colecta. Una vez identificadas, estas se remitieron al laboratorio de fitopatología para su análisis. Los campos de donde se obtuvieron las muestras para el análisis se muestran en la Tabla 1. Tabla 1: Listado de empresas de las muestras procedentes. Empresa Fundo Procedencia ProAgro Fundo Colca Ica Don Ricardo Fundo Cordero bajo Ica Agrovictoria SAC Fundo El Despertar Ica Valle y Pampa SAC Fundo Nimbo Pisco Agrícola Copacabana Fundo Los ángeles Chincha AgroFrut Perú Fundo Don Francisco Chincha Llaqta SAC Fundo Llaqta Chincha Vivero Los Viñedos Fundo El Retiro Chincha Visson SAC Fundo Roma Cañete Agroberries SAC Fundo Las Palmas Cañete 3.3.CARACTERIZACIÓN DE LOS AISLADOS 3.3.1.Caracterización cultural Todos los aislados se hicieron crecer en dos medios de cultivo diferentes: PDA (papa dextrosa agar) y agar extracto de malta al 2% (MEA). Las colonias se incubaron durante 10 días en PDA y en MEA. En todos los casos se mantuvo a 25 ºC y 12 horas de fotoperiodo. En PDA se evaluaron aspectos morfológicos tales como color del anverso y reverso de la colonia (Rayner, 1970; Petit y Gubler, 2005), tipo de margen de crecimiento, textura o zonación. En MEA se midió la longitud y anchura de un total de 50 conidias, incluyendo el número 25 de tabiques de los aislados, mediante microscopio óptico a 400 x de amplificación. 3.3.2.Conservación Todos los aislados se hicieron crecer en medio PDA. Luego que los hongos colonizaron el medio, se les colocó cinco fragmentos de papel de filtro estéril de 1,5 x 1,5 cm sobre el crecimiento fúngico. Las colonias se incubaron durante 7 días a temperatura ambiente. Una vez colonizados los fragmentos de papel filtro, estos se extrajeron de la placa bajo condiciones estériles, y se pusieron en el interior de una caja conteniendo sílica gel para desecar la muestra. Tras someter a los cultivos por 15 días a estas condiciones, los fragmentos de papel desecados se codificaron y se mantuvieron a -20 ºC hasta su uso. 3.3.3. Identificación El diagnóstico de enfermedades consistió en tres pasos (French y Hebert; 1980). Observación de síntomas, en este procedimiento se describieron todos los síntomas de los órganos afectados de las plantas muestreadas. Los síntomas a tomar en cuenta fueron aquellos que estaban relacionados con la presencia de hongos, como manchas cloróticas, manchas necróticas, pústulas, cancros, necrosis de brotes terminales, botones florales y de frutos; taponamiento vascular y pudriciones radiculares. Observación de signos, ya que algunos patógenos son reconocidos a simple vista sobre los órganos afectados de la planta enferma. Este reconocimiento consiste en ubicar estructuras algodonosas o pulverulentas que constituyen las estructuras vegetativas y propagativas de los hongos. Observación de los signos del patógeno y correlación de lo observado con bibliografía, 26 Durante el proceso de diagnóstico para probar la causa de una enfermedad se deben escoger los momentos propicios para consultar la literatura al respecto. Basándose solamente en los síntomas se puede llegar, en algunos casos, a un diagnostico tentativo. Esto es factible cuando existen descripciones y fotografías de enfermedades del cultivo que se observa, los cuales se pueden encontrar en tratados fitopatológicos sobre los cultivos de una región, en monografías o en boletines sobe el cultivo o la enfermedad. Las observaciones directas y vistas al microscopio, y con ayuda de claves o llaves de identificación (Barnett y Hunter,1998; Sutton B.,1980; Ellis M.,1971) pueden llevar a un diagnostico casi seguro. Con un diagnóstico de la causa de la enfermedad, según las necesidades del caso, que dependerán del juicio y la experiencia del investigador, se procederá al aislamiento del hongo y a la realización de pruebas que confirmen su carácter patogénico. CAPITULO IV: PRESENTACION, INTERPRETACION Y DISCUSION DE RESULTADOS 4.1.RESULTADOS 4.1.1.OBSERVACION DE SINTOMAS A) SÍNTOMAS EN HOJAS Los síntomas en hojas recolectados de los campo fueron mayormente manchas foliares, que en síntomas iniciales tenía un aspecto circular de color rojo pajizo a marrón, estando en algunos casos rodeado por regiones cloróticas o amarillentas, en síntomas intermedios varias manchas coalecen y ampliaban la 27 región afectada. En síntomas severos las lesiones se volvieron necróticas tornándose de color marrón pajizo hasta convertirse en tejido muerto. También se pudo observar síntomas con enrojecimientos total o parcial del área foliar. B) SÍNTOMAS EN TALLO Los síntomas externos observados en tallo consistían en amplias regiones de forma irregular de color marrón o café ubicadas cerca al cuello de la planta en síntomas iniciales, en síntomas más avanzados las mancha aumentaban su tamaño y alcanzaban alturas más distantes del cuello de la planta. Al realiza un corte longitudinal de tallo con lesión para determinar la presencia de síntomas interno, se logró observar una decoloración del floema donde se pudo distinguir dos zonas bien delimitadas; la zona de color café indicaba el punto hasta donde la infección por el hongo había logrado colonizar, mientras que la región de color verde indicaba que el tejido hasta ese punto estaba sano (Figura N°2). En síntomas severos, se observó tallos y ramas necrosadas o totalmente secas. Otro síntoma observado en las muestras fue la presencia de tizones o porciones de tallo de color pajizo, estas lesiones estaban delimitadas por bordes necróticos que indicaban el avance de la infección del hongo (Figura N°3). C) SINTOMAS EN FLORES Y FRUTOS Los síntomas en flores consistían en una necrosis parcial o total de la flor, tornándose de color blanco a un color marrón. En frutos se observó algunas regiones con un aspecto acuoso o poco turgente, el ablandamiento de una región del fruto cuajado tenia una coloración marrón y en síntomas avanzados la necrosis cubria todo el fruto (Figura N°4). D) SINTOMAS EN RAÍCES Y RAICILLAS 28 Las plantas presentaban en la mayoría de muestras necrosis de la parte del cuello hasta algunos centímetros arriba del tallo, en la parte aérea las plantas presentaban hojas cloróticas o amarillentas, muerte regresiva y plantas con defoliación. Las raíces presentaban síntomas de enrojecimiento, las raicillas presentaban un síntomas similar en los extremos o puntas que posiblemente representaron la puerta de entrada para las estructuras propagativas del inoculo presente en los suelos (Figura N°5). 29 30 31 4.1.2.OBTENCION DE AISLAMIENTOS Las muestras colectadas de los campos de diferentes fundos, fueron llevados al laboratorio del departamento de sanidad vegetal. El material vegetal fue lavado con agua para remover impurezas, paso seguido se procedió a seleccionar porciones de tejido evidencia de alguna lesión o síntoma, estas porciones fueron seccionadas con ayuda de un escalpelo donde se obtuvieron pequeñas porciones de tejido sano con frente de avance de la enfermedad. Posteriormente los tejidos con lesiones fueron colocados en plato Petri conteniendo una solución al 3% de agua destilada estéril e hipoclorito de sodio durante 30 segundos, a continuación estos fragmentos de tejido fueron colocados en pedazos de papel secante estéril. El tejido vegetal paso por otra desinfección con alcohol de 98º durante 15 segundos y el tejido fue puesto nuevamente en papel secante estéril. Finalmente el tejido enfermo está completamente desinfectado, y este fue sembrado en medio PDA (Potato-Dextrosa-Agar) y CMA (Corn-Meal-Agar) suplementado con distintos antibióticos y fungicidas dependiendo el órgano del material vegetal. El hongo aislado en las hoja con mayor incidencia en fue Alternaria sp. , un hongo bastante común siendo agente causal de manchas foliares en hojas de arándano según bibliografía consultada. En tallo en se obtuvieron aislamientos de Lasiodiplodia sp., Pestalotia sp., Alternaria sp., Fusarium sp. y Botrytis sp. siendo Lasiodiplodia sp. el hongo con mayor incidencia. Con respecto a las flores los hongos aislados fueron Botrytis sp., Alternaria sp., Chaetomiun sp., Aspergillus sp. Finalmente en las raíces se obtuvieron aislamientos de Fusarium sp. y Phytophthora sp. 32 4.1.3.CARACTERIZACION MORFOLOGICA DE LOS AISLADOS 4.1.3.1.CARACTERIZACION DE LOS AISLAMIENTOS DE ALTERNARIA sp. La caracterización a nivel de genero de hizo con la clave de identificación de hongos imperfectos de Barnett & Hunter. Los aislamientos mostraron un conidióforo de color marrón oscuro, de crecimiento determinado, la característica de la conidia de tipo porospora, de color marron oscuro similar al del conidióforo, presentaba septas de tipo transversales y longuitudinales, de forma obclavada o elíptica, con ligeras ornamentaciones en las paredes de la conidia. Para la identificación a nivel de especies uso la clave de identificación de Ellis. Alternaria tenuissima La colonia presento coloración variada según las condiciones in vitro a las que fueron expuestas los aislamientos, presentando coloración verde claro a verde oscuro al momento de la esporulación, presentando un patrón anillado (Fig. 6) en la mayoría de aislamientos. La identificación consistió en la observación del conidióforo que se presentaba solitaria en forma simple no ramificado, septado, de color marrón medio palido, de paredes lisa, y presentaba cicatrices que notaban la presencia que en aquel lugar se dio la conidiogenesis. Al realizar las mediciones del conidióforo esta media 110 µ x 5µ. La Conidia tenía forma recta o algunas veces algo curvada en conidias de gran dimensión, de forma obclavada o elipsoidal, presentaba pico largo que en algunos casos llegaba a medir hasta la mitad del largo de la conidia. Las conidias presentaban diminutos ornamentaciones en la superficie, presentaba de 4 a 7 septas transversales y varias septas longuitudinales. El promedio de la longuitud fue de 54 µ x 14 µ de ancho. El pico de la conidia también fue medido y se obtuvo 2 µ, el hinchamiento del apice de la conidia fue de 4.2µ. Alternaria alternata La colonia es negro oliváceo a gris (Fig. 8), el conidióforo nace de forma solitaria y simple de forma recta o algo flexuosa, de color oliváceo o marrón claro. La pared del conidióforo es liso, el promedio de longitud del conidióforo es de 45µ de largo, mientras que en ancho alcanzo un promedio de 4.5µ de diámetro. La Conidia apareció solitaria o en pequeñas cadenas, tenía forma obclavada en 33 conidias grandes o maduras, o forma ovoide y elipsoidal en conidias pequeñas o inmaduras. Las conidias presentaban un pico de hasta 1/3 la longitud de la conidia. El promedio de la longitud de la conidia alcanzo 38.5 µ de largo x 13.4 µ en la parte más ancha de la conidia. El pico de la conidia midió 2.5 µ de ancho. 4.1.3.2.CARACTERZACION DE LOS AISLAMIENTOS DE BOTRYTIS sp. La identificación a nivel de genero se hizo con la clave de Barnett & Hunter y Ellis. Las características que se logró ver con ayuda del microscopio de campo claro y microscopio estereoscópico fueron: la colonia tuvo micelio con un crecimiento acelerado, con micelio de color blanco o gris claro al inicio y que después de 7 días se tornó de color marrón. Los aislamientos después de 3 semanas de la inoculación comenzaron a formar esclerotes como estructuras de conservación de forma redondeada o irregular, de color marrón oscuro a negro. El conidióforo es recto y el promedio de longitud alcanzaba los 150 µ, x 22.5 µ de ancho. En la parte superior del conidióforo se producían ramificaciones que terminaban en hinchamientos llamados cabezuelas o ampuelas, a partir de estas nacen las conidias a través de pequeños dentículos o esterigmas por gemación. Las conidias tenían forma elipsoidal de color marrón pálido de superficie lisa, la longitud de la conidia fue de 12.5 µ de largo x 5.5 µ de ancho. 4.1.3.3.CARACTERIZACION DEL AISLAMIENTO DE LASIODIPLODIA sp. Del aislamiento obtenido de los tallo con síntomas de necrosis se obtuvieron aislamientos cuya identificación se realizó con la ayuda de la claves de Barnett & Hunter y la clave de identificación de Sutton. El aislamiento cuya colonia presento un micelio de crecimiento rápido llenando el área de la placa en 4 días, de color blanco al inicio y tornándose luego de color marrón y negro. A 15 días después de la inoculación, sobre el micelio empezó a formarse las estructuras de propagación asexual conocidas como picnidios. Estas estructuras en su interior contienen las conidias, cuya característica al estar en estado inmaduros es tener un color hialino, cuando alcanzan la madurez las conidias se tornan de color marrón, y en la superficie presetan estrías 34 longitudinales, la conidias presenta dos células delimitadas por una septa transversal. El promedio de las mediciones a las conidias fue de 28 µ de largo x 12.5 µ de ancho. 4.1.3.4.CARACTERIZACION DEL AISLAMIENTO DE PESTALOTIA sp. El aislamiento se obtuvo de porciones de tallo con síntoma de atizonamiento externo. El micelio de la colonia tenia color blanco, con un patrón de crecimiento radial y anilllado. La esporulación se dio a los 10 días depues de la siembra, se observo la presencia de estructuras negras conocidas como acérvulos donde se encuentras embebidas las conidias. Las conidias son multicelulares con septas transversales, las células terminales son punteagudas y hialinas; las células centrales son pigmentadas de color negro. Las conidias tienen forma elipsoidal y la células cercana al conidióforo presenta un apéndice simple, y la otra celula extrema presenta un apéndice que se ramifica dicotómicamente. La medición de la conidias obtuvo un promedio de 28.5 µ de largo x 7.8 µ de ancho. 4.1.3.5.CARACTERIZACION DE LOS AISLAMIENTOS DE PHYTOPHTHORA sp. De las muestras obtenidas de campo se obtuvieron 6 aislamientos de Phytophthora sp. Estos aislamientos pertenecen a P. cinnamomi. La característica cultural de estos aislamientos fue que todos mostraban un crecimiento algodonoso de tipo arosetado de color blanco. El crecimientos micelial de los aislados varia conforme el medio de cultivo en que era inoculado. En medio PDAO el crecimiento de los aislamientos tomo 7 dias en cubrir todo el área de la placa Petri, el crecimiento en las placas fue apenas superficial; en el medio CMA-PARBH (Corn-Meal-Agar / Pymaricina-Ampicilina-Rifampicina- Benomyl-Hymexasol) el crecimiento fue mas leve donde no llego a completar el área de la placa con medio, el micelio crecio al ras del medio de cultivo pero siempre presentando el patrón de crecimiento típico de tipo estelado o rosetado. Por ultimo en el medio de Agar- V8 las colonias crecieron a un ritmo mas acelerado llegando a cubrir el área de placa en 4 dias después de la inoculación, 35 las colonias lograron un crecimiento mas algodonoso y abultado con respecto a lo conseguido en la siembra de los otros medios. En cuanto a la caracterización morfológica, al realizar montajes de micelio y usando la tinción con Cotton blue, se puedo observar que todas las colonias tenían micelio de tipo cenocitico o continuo, no presentaban septas o tabiques en ningún punto de los campos visuales del microscopio. El micelio era hialino o blanquecino por lo que tuvo que realizarse la tinción. Para la obtención de estructuras propagativas de tipo asexual fue necesario someter algunas porciones o rodajas de micelio a una solución de agua destilada esteril con una suspensión de solución suelo al 1% durante 7 dias alternándolo con luz artificial y oscuridad esto con el objetivo de propiciar la formación de esporangios y estructuras que ayuden a la identificación. Luego del tiempo de 7 dias se observaron los aislamientos, estos presentaban pequeños crecimientos miceliales en los bordes de los discos, al observarlos al microscopio se observo presencia de numerosos hinchamientos hifales y clamidosporas de forma esférica agrupadas o aglutinadas en forma de racimo. Se observo también la formación de esporangios de forma ovoide o limoniforme sin presencia de papila. Para confirmar la presencia de zoosporas dentro de los esporangios se hizo la prueba de shock térmico que consistio en realizar montajes de micelio con esporangios sobre un portaobjetos en una gota de agua destilada para ser colocada posteriormente en refrigeración a una temperatura de -5°C durante 5 minutos, luego el portaobjeto es retirado temporalmente de la refrigeración por 5 minutos, y se repite este procedimiento por 2 o 3 veces más. Finalmente el portaobjeto con el montaje sellado con una lámina portaobjeto y es llevado al microscopio, donde se pudo observar que la alternancia de frío y calor estimuló la liberación de zoosporas biflageladas en el medio acuoso. Según la guía de identifiación de oomycetos de Erwin y Ribeiro (1996), las características culturales y morfológicas de los aislamientos corresponde a la especie P. cinnamomi. 4.1.3.6.CARACTERIZACION DE LA ROYA 36 La roya del arandano N. vaccinii, por ser un hongo biotrofo o parasito obligado, esta condición hace imposible su aislamiento en medio de cultivo y conservación. Sin embargo, si se procedio a realizar una observación de las características del hongo en el tejido fresco. Las muestras de hojas obtenidas fueron llevadas al laboratorio, donde se observaron al estereoscopio pustulas de color rojo anaranjado en el envez de la hojas. Se realizo entonces cortes muy finos con una navaja para ser observados al microscopio, donde se pudo visualizar la presencia de estructura de forma redondeadas las cuales corresponden a las uredosporas de la fase Uredo del ciclo de esta roya. Las Uredosporas presentaban una tonalidad anaranjado claro y presentaban ornamentaciones sobre su superficie. 37 38 Figura 8: A,B, C y D muestran los aislamientos de A. alternata, sobre medio de cultivo PDAO, presentando la colonia un crecimiento gris en los primeros días después de la siembra, hasta tornarse de color marrón al momento de la esporulación. La Imagen E es un montaje donde se observa el crecimiento acropétalo en cadenas de las conidias, la imagen F es un montaje de conidias solitarias vista al microscopio con aumento 40X. 39 Figura 9: A se observa el aislamiento del Botrytis cinérea a los 7 días después de la inoculación sobre medio de cultivo PDA-O. En B y C se muestra dos aislamientos de B. cinérea 20 ddi, se observa que el color del micelio ha cambiado a una tonalidad marrón oscuro, y que se ha formado esclerotes de tamaño cercano a los 2 cm y de forma irregular sobre toda la superficie del medio de cultivo. La imagen D muestra la vista estereoscópica de la esporulación de B. cinérea. En E y F se muestra el montaje del hongo, se observa en ambas vistas el conidióforo y conidias del hongo teñidos con Lactofenol - Cotton blue con aumento de 40X. 40 Figura 10: La imagen A muestra el aislamiento de Pestalotia vaccinii sobre medio de cultivo PDA con patrón de crecimiento radial, imagen B otro aislamiento de P. vaccinii después de 30 días después de la siembra y expuesta a luz continua lo que permite su esporulación con precencia de acérvulos en los bordes de la placa. Las imágenes C y D corresponden a un doble corte longitudinal del acervulo conteniendo en su interior las conidias. Las imágenes E y F muestran a las conidias del hongo vistas al microscopio con aumento 20X y 40X respectivamente. 41 Figura 11: La imagen A muestra el aislamiento de P. cinnamomi sobre medio de cultivo PDA, el crecimiento del micelio toma un patrón arrosetado de crecimiento ralo; B presenta un aislamiento de P. cinnamomi sobre medio de cultivo Agar-Jugo V8, presentando un crecimiento arrosetado mas marcado y pronunciado. C y D muestran esporangios de forma ovoide no papilados teñidos con Lactofenol + Cotton Blue. 42 Figura 8: La imagen A es la siembra de tallos infectados sobre medio PDAO, notándose la precencia de un abundante número de Picnidias de Lasiodiplodia theobromae vistas al microscopio estereoscópico; B es un acercamiento de una Picnidias rodeado de un abundante micelio; C es una vista de un conidiomata con un doble corte longitudinal y conidias aun inmaduras; Finalmente en D se observa las conidias de L. theobromae en su estado maduras. 43 4.1.4. AISLAMIENTOS OBTENIDOS SEGÚN SU PROCEDENCIA Las muestras recolectadas de los diferentes fundos, obtuvieron diferentes resultados de aislamientos, debido a la zona en las que se encontraba dichos campo, la época en la que se realizó la toma de muestra, la presión de inoculo presente al momento de realizar la muestra, el estado nutricional del cultivo, las condiciones medioambientales que favorezcan la incidencia a un grupo de hongos, y otros elementos que intervengan en el establecimientos de fitopatógenos causantes de enfermedades. Acontinuación se presentan cuadros resúmenes de cada fundo con sus respectivos aislamientos obtenidos. Tabla 2: Aislamientos obtenidos en Fundo ProAgro. Fundo ProAgro ORGANO CODIGO GÉNERO ESPECIE VEGETAL Hoja PAH001 Alternaria A. alternata Hoja PAH002 Alternaria A. alternata Hoja PAH003 Stemphylium S. vesicarium Hoja PAH004 Alternaria A. tenuissima Tallo PAT001 Alternaria A. alternata Tallo PAT002 Alternaria A. solani Tallo PAT003 Lasiodiplodia L. theobromae Tallo PAT004 Alternaria A. alternata Raiz PAR001 Fusarium Fusarium sp. Raiz PAR002 Fusarium Fusarium sp. Flor PAF001 Aspergillus A. niger Flor PAF002 Chaetomiun Chaetomiun sp. Flor PAF003 Aspergillus A. flavus Flor PAF004 Botrytis B. cinerea 44 Tabla 3: Aislamientos obtenidos en Fundo Don Ricardo. Don Ricardo Organo Vegetal Codigo Genero Especie Hoja DRH01 Alternaria A. alternata Hoja DRH02 Alternaria A. alternata Hoja DRH03 Alternaria A. tenuissima Hoja DRH04 Alternaria A. tenuissima Hoja DRH05 Alternaria A. solani Hoja DRH06 Nigrospora Nigrospora sp. Tallo DRT001 Pestalotia P. vaccinii Tallo DRT002 Pestalotia P. vaccinii Tallo DRT003 Lasiodiplodia L. theobromae Tallo DRT004 Alternaria A. alternata Tallo DRT005 Alternaria Alternaria sp. Raiz DRR001 Fusarium Fusarium sp. Raiz DRR002 Fusarium Fusarium sp. Raiz DRR003 Fusarium Fusarium sp. Tabla 4: Aislamientos obtenidos en Fundo Valle y Pampa. Valle y Pampa Organo Vegetal Codigo Genero Especie Hoja VP001 Alternaria A. alternata Hoja VP002 Alternaria A. alternata Hoja VP003 Alternaria A. alternata Hoja VP004 Alternaria A. tenuissima Hoja VP005 Alternaria A. solani Hoja VP006 Alternaria A. tenuissima Tallo VP007 Alternaria A. alternata Tallo VP008 Alternaria A. alternata Tallo VP009 Lasiodiplodia L. theobromae Tallo VP010 Lasiodiplodia L. theobromae Tallo VP011 Alternaria A. solani Raíz P.c.001 Phytophthora P. cinnamomi Raíz P.c.002 Phytophthora P. cinnamomi Raíz P.c.003 Phytophthora P. cinnamomi Raíz P.c.004 Phytophthora P. cinnamomi 45 Raíz P.c.005 Phytophthora P. cinnamomi Raíz P.c.006 Phytophthora P. cinnamomi Tabla 5: Aislamientos obtenidos en Fundo Agrovictoria. Agrovictoria Organo Vegetal Codigo Genero Especie Raíz AV001 Fusarium Fusarium sp. Raíz AV002 Fusarium Fusarium sp. Raíz AV003 Fusarium Fusarium sp. Raíz AV004 Fusarium Fusarium sp. Raíz AV005 Phytophthora P. cinnamomi Raíz AV006 Phytophthora P. cinnamomi Tallo AVT001 Lasiodiplodia L. theobromae Tabla 6: Aislamientos obtenidos en Fundo Llaqta. LLaqta Organo Vegetal Codigo Genero Especie Raíz Phy001 Phytophthora P. cinnamomi Raíz Phy002 Phytophthora P. cinnamomi Raíz Phy003 Phytophthora P. cinnamomi Raíz Phy004 Phytophthora P. cinnamomi Raíz Phy005 Pythium P. vexans Raíz Phy006 Pythium P. vexans 46 Tabla 6: Aislamientos obtenidos en Fundo Copacabana. Copacabana Organo Vegetal Codigo Genero Especie Hoja CCH01 Alternaria A. tenuissima Hoja CCH02 Alternaria A. tenuissima Hoja CCH03 Alternaria A. alternata Flor CCF001 Botrytis B. cinerea Flor CCF002 Botrytis B. cinerea Flor CCF003 Cladosporium Cladosporium sp. Flor CCF004 Cladosporium Cladosporium sp. Flor CCF005 Botrytis B. cinerea Fruto CCFR001 Botrytis B. cinerea Fruto CCFR002 Alternaria A. alternata Fruto CCFR003 Alternaria A. alternata Fruto CCFR004 Aspergillus A. niger Tabla 7: Aislamientos obtenidos de Empresa Agrofruit. Agrofruit Organo Vegetal Codigo Genero Especie Hoja A18-01 Alternaria A. alternata Hoja A18-02 Alternaria A. alternata Hoja A18-03 Alternaria A. tenuissima Tallo A18-04 Pestalotia P. vaccinii Tallo A18-05 Pestalotia P. vaccinii Tallo A18-06 Alternaria Alternaria sp. Flor A18-07 Botrytis B. cinerea Tabla 8: Aislamientos obtenidos de fundo Visson. Visson Organo Vegetal Codigo Genero Especie Tallo T-17-01 Lasiodiplodia L. theobromae Tallo T-17-02 Lasiodiplodia L. theobromae Tallo T-17-03 Lasiodiplodia L. theobromae Tallo T-17-04 Lasiodiplodia L. theobromae 47 4.2. INTERPRETACION Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS El presente trabajo de investigación logro la identificación de varios hongos considerados por la literatura como hongos fitopatogenos agentes causales de enfermedades de plantas de arandano. Los hongos A. tenuissima y A. alternata fueron dos especies que se encontraron en gran incidencia de muestras de hojas. Todas las características culturales y morfológicas de estos aislamientos corresponden a las bibliografías de identificación y también a lo propuesto por autores extranjero. Wright et al. (2007) en su estudio de identificación de Alternaria sp. en arandanos en Argentina, confirmo la presencia de A. tenuissima como causante de manchas foliares, tizones de tallos y pudrición de frutos. La descripción de síntomas adjunto en su investigación se asemeja con lo descrito en este estudio. Con respecto a A. alternata, esta especie estuvo presente en síntomas en hojas asi como en tallos y en menor incidencia en algunas flores y frutos con lesión. En el estudio realizado por Zhu & Xiao (2015) en California, ambos detectaron mas especies de Alternaria spp. Asociados a arándano donde mencionan A. alternata, A. arborescens, A. tenuissima, A. infectoria y A. rosae. También mencionan a A. tenuissima como uno de los principales causante de pudrición de frutos en todo el mundo. La causa de que no todas las especies de Alternaria spp. reportadas actualmente en el mundo, no se mencionen en este estudio o reportes de investigaciones nacionales puede deberse a que dichas especies dependen de condiciones 48 climáticas diferentes a las que hay en nuestra región o no existen en nuestra región geográfica. Los aislamientos de Botrytis sp. correspondieron a la especie B. cinérea, y fueron en su mayoría colectados de frutos, en menor medida en flores, y en algunos casos hubo incidencia de este hongo en algunas cámaras húmedas de tallos con síntomas de necrosamiento o tizón. La literatura extranjera refiere que B. cinérea es un hongo responsable de causar el moho gris especialmente en la etapa de floración. Amir, et al. (2018) determino en su investigación la incidencia de Botrytis sp. en frutos y flores donde afirman que el 93% de muestras colectadas en campos en Florida, correspondían a la incidencia de B. cinérea. En su estudio también mencionan que la resistencia de B. cinérea a materias activas se veía incrementada al estar los campos de arándano cerca a campos de fresa. Vasquez, et al. (2007) describió en su investigación a B. cinérea como el responsable de tornar las flores a un color marrón y de apariencia acuosa y marchita, indico que las flores atizonadas no producen fruto. Las características morfológicas descritas para B. cinérea coinciden con lo adjunto en esta investigación. Los aislamientos de Phytophthora sp. encontrados en este estudio correspondieron a la especie P. cinnamomi , siendo muy importante resaltar su alta importancia y agresividad en este cultivo. Sin embargo la literatura menciona otras especies de Oomycetos que también forma parte de un complejo de agentes que producen pudriciones radiculares en arándano. En nuestro país, la clínica de patología de plantas de la Universidad Nacional Agraria La Molina realizó una identificación similar de especies de Phytophthora spp. en el cultivo de arándano donde incluyeron técnicas de identificación morfológica e identificación molecular. La investigación a cargo de Huarhua. et al.(2018) llego a identificar a P. cinnamomi como el agente causal de pudriciones radiculares y de corona en el cultivo. Otra investigación llevada a cabo por Oviedo (2017), realizó una identificación extensiva de especies de oomycetos en la costa peruana en cultivos de frutales, 49 el cual incluia al arándano. Este concluyó que encontró a las especies Phytophthora citrophthora y P. cinnamomi, indicando que fue la segunda la que tuvo mayor incidencia a nivel nacional. Con respecto a los aislamientos de L. theobromae identificadas en este estudio, todas las colonias correspondieron aislados provenientes de síntomas internos de obstrucción y taponamiento del haz vascular. Harmon y Wright (2009) también reportarón a L. theobromae responsable de ser el agente causal de tizón de tallos de arándanos en Flórida. Sin embargo, en bibliografía más reciente se ha podido identificar otras especie de Lasiodiplodia sp. Como es el caso de Zhao et al. (2019) cuyo equipo ha identificado a Lasiodiplodia vaccinni sp. nov. en China. Wiseman et al. (2017) identificaron a L. mediterránea en Estados Unidos causando muerte regresiva en el cultivo de arándano en el estado de Oregon. Esta especie correspondia a características morfológicas distintas a L. theobromae, siendo algunas de esas diferencias el tamaño de la conidias, diferencias en el color del micelio en medio de cultivo, tiempo estimado en la formación de picnidias y temperaturas óptimas de crecimiento. Los aislamientos de Pestalotia sp.obtenidos, fueron obtenidos todos a partir de síntomas de atizonamientos del tallo. Actualmente P. vacinnii se encuentra reportado internacionalmente como causante de síntomas como cancros en tallo, asi lo demuestra la bibliografía exitente proveniente de Chile y Argentina. En estados Unidos han reportado a este hongo como causante no solo de producir tizones en el tallo, sino también de provocar pudriciones de fruto. 50 CAPITULO V. COMPROBACION DE HIPOTESIS 6.1. CONTRASTACIÓN DE LA HIPÓTESIS GENERAL Al inicio de esta investigación en el año 2015 se obtuvo una colección de hongos, en su mayoría fitopatógenos segun la literatura extranjera y de fuentes fitopatologicas confiables. En el año 2017 y 2018 al realizar el procesamiento de muestras provenientes de nuevos campos instalados, cuyo material vegetal procedían del extranjero, se pudo aislar e identificar cepas de P. vaccinii, un hongo que hasta ese año era completamente ajeno y no había sido identificado o había sido reportado como fitopatógeno del cultivo de arándano en el Perú. Es aquí donde se comprueba la hipótesis general planteada en esta investigación. 6.2. CONTRASTACIÓN DE LA HIPÓTESIS CIENTÍFICA El desarrollo de esta investigación, logro obtener una gran colección hongos no solo fitopatógenos, sino que también se obtuvieron un gran número de aislamientos considerados como saprófitos o agentes de infección secundarios. Entre los casos mas destacables a mencionar es el problema de pudriciones radiculares, donde el hongo que más incidencia o frecuencia de aparición tuvo fue Fusarium sp., y mediante la especiación se llegó a determinar que se trataba de F. solani, un hongo considerado en la mayoría de cultivos como saprófito ya que es un habitante natural de los suelos. Si se tiene un mal entendimiento de este diagnostico esto conllevaría a un tratamiento para este hongo; sin embargo al realizar las pruebas de aislamientos con medios selectivos, se obtuvieron aislamientos de P. cinnamomi, un oomyceto reportado como verdadero 51 fitopatógeno y agente de infección primario. Por lo tanto las medidas de control que se hubieran ejecutado no habrían tenido ningún efecto sobre el verdadero agente causal de las pudriciones radiculares. Entonces se comprueba la hipótesis científica planteada al inicio de esta investigación. VI. CONCLUSIONES  Los síntomas presentados en los órganos de las plantas de arándano están asociados a la presencia de hongos y oomycetos fitopatógenos.  Las especies asociadas a manchas foliares se deben a A. alternata y A. tennuisima.  Las especies asociadas a decaimientos y marchitez se deben a P. cinnamomi y L. theobromae.  Las especies asociadas a tizones en flores y frutos se deben a A. alternata y B. cinérea. 52 VI. SUGERENCIAS  Este es el primer trabajo de prospección e identificación de enfermedades causado por hongos y oomycetos realizado en Ica, por lo que se recomienda en trabajos futuros ampliar las áreas muestreadas para cubrir una mayor área de muestreo y determinar las especies de hongos dominantes y que representen mayor peligro a los productores.  En este trabajo se aislaron hongos de la variedad Biloxi que es actualmente la que mayor adaptación y aceptación tiene entre los fundos de nuestra región, entonces se recomienda en trabajos futuros realizar aislamientos de hongos provenientes de otras variedades de arándano también sembradas en nuestra región.  La realización de pruebas de patogenicidad es una metodología que confirma la capacidad de los hongos de ser patogénicos y estimar su virulencia, debido a su alto costo se recomienda a las empresas involucradas en el segmento apoyar esta técnica. 53 VII. BIBLIOGRAFIA 1. Agrios, G. N. 2005. Plant pathology. Fifth edition. Elsevier Academic Press. 921 p. 2. Barnett H., Hunter B. 1998. Ilustrated genera of imperfect fungi. The American Phytopathological Society. 218p. 3. Buzeta A. 1997. Chile: Berries para el 2000. Santiago, Fundación Chile. 133p. 4. Cabello D. 2005. Evaluación de cuatro fungicidas, en el control de Botrytis cinerea Pers. ex Fr. endógena en frutos de arándano (Vaccinium corymbosum L.), cultivar Blue Jay. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad Austral de Chile. Valdivia. Chile. 69p. Disponible en: https://www.blueberriesconsulting.com/subidas/2017/03/Evaluacion- fungicidas.pdf 5. Ciampi, l., González, s., Schnetteler, E. 1993. Enfermedades de arbustos frutales menores. In Barriga, P. y Neira, M. (eds). Cultivos no tradicionales. Valdivia. Universidad Austral de Chile, Facultad de Ciencias Agrarias, Instituto de Producción y Sanidad Vegetal. Serie Avances de producción y Sanidad vegetal. 62p. 54 6. De Silva A., Patterson K., Rothrock C., McNew R. 1999. Phytophthora root rot of Blueberry increases with Frequency of flooding. University of Arkansas. Fayetteville. USA. HortScience 34(4): 693-695. 7. Forbes P., Mangas E., Pagano N. 2009. Producción de Arándanos: Diseño y evaluación de proyectos. Facultad de Agronomía. Universidad Nacional de la Pampa. Santa Rosa. Argentina. 67p. Disponible en: http://www.agro.unlpam.edu.ar/licenciatura/diseno/producciondearandan os.pdf 8. French, E.R., Hebert, T. 1980. Métodos de Investigación Fitopatológica. Instituto interamericano de Ciencias Agrícolas. San José. Costa Rica. 9. France A. 2009. Manejo de Enfermedades en Arándano. INIA. Quilamapu. Chile. 70p. 10. Greco M., Patriarca A., Terminiello L., Fernanadez V., Pose G. 2012. Toxigenic Alternaria species from Argentinean blueberries. International Journal of Food Microbiology 154(187-191). 11. Guerrero C., Carrillo R., Pérez S. 2013. El cultivo de Arándanos en Chile. Facultad de Ciencias Agropecuarias y Forestales. Universidad de la Frontera. Temuco. Chile. 12. Hardham A. 2005. Pathogen profile of Phytophthora cinnamomi. Molecular Plant Pathology 6(6):589-604. Disponible en: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1111/j.1364-3703.2005.00308.x 55 13. Hartman J., Beale J., Long S., Bachi P. 2016. Blueberry Diseases. Plant Pathology. College of Agriculture. University of Kentucky. 14. Hernández D. 2014. Estado nutricional de Arándano azul (Vaccinium corymbosum L.) cv. Biloxi en los Reyes, Michoacán. Institución de enseñanza e investigación en Ciencias Agrícolas. Texcoco, Estado de Mexico. 104 p. 15. Huarhua M., Flores J., Acuña R., Apaza W. 2018. Morfological and molecular identification of Phytophthora cinnamomi Rands as a causal agent of Crown and root rot in Blueberry (Vaccinium corymbosum) in Perú. Universidad Nacional Agraria La Molina. Lima.Perú. Peruvian Journal of Agronomy 2(2):14-21. 16. Keith L., Sugiyama L., Strauss A., Kai R., Zee F. 2008. First Report of Leaf Rust of Blueberry Caused by Pucciniastrum vaccinii in Hawaii. Plant Disease Vol.92(11). 17. Maust B.E., Williamson J.G., Darnell R.L. 1999. Flower Bud Density Affects Vegetative and Fruit Development in Field-Grown Southern Highbush Blueberry. HortScience 34 (4): 607-610. 18. Medina M., Sánchez M. 2009. Producción y exportación de Arándanos para Estados Unidos. Universidad Peruana de Ciencias Aplicadas. Escuela de Post grado MBA ejecutivo. Lima. Perú. 133p. Disponible en: https://repositorioacademico.upc.edu.pe/bitstream/handle/10757/617623/ Tesis%20Final%202015.pdf?sequence=10&isAllowed=y 19. MINAGRI. 2016. El arándano en el Perú y el Mundo: Producción, comercio y perspectivas. Direccion general de políticas agrarias. Lima. Perú. 42p. Disponible en: file:///C:/Users/user/Downloads/estudio-arandano- 2016.pdf 56 20. Moschini, R.C.; Bombelli, E.C.; Wright, E.R.; López, M.V.; Pérez Canone, H.I.; Carmona, J.D.; Varsallona, B.; Barberis, J.G.; Fabrizio, M.C. y Rivera, M.C. 2014. Ajuste de modelos logísticos a la tasa de incremento de severidad de manchas foliares ocasionadas por Alternaria tenuissima en arándano. Horticultura Argentina 33(80): 27-35. 21. Nelson S. 2008. Blueberry Rust. Department of Plant and Environmental Protecction Sciences. Plant Disease 51. Disponible en: https://core.ac.uk/download/pdf/5101634.pdf 22. Percival C., Janes D., Stevens D., Sanderson K. 2003. Impact of multiple fertilizer applications on plant growth, development, and yield of wild lowbush blueberry. Acta Horticulturae. 626p. 23. Picos Muñoz P.A., García Estrada R.S., León Felix J., Sañudo Barajas A. y Allende Molar R. 2015. Lasiodiplodia theobromae en cultivos agrícolas de México: Taxonomía, hospedantes, diversidad y control. Revista Mexicana de Fitopatología 33: 54-74. 24. Pino C. 2007. Descripción del desarrollo vegetativo y de las características físicas y químicas de los frutos de cuatro clones de arándano alto (Vaccinium corymbosum L.). Universidad Austral de Chile. Facultad de Ciencias Agrarias. Valdivia. Chile. 74p. Disponible en: http://cybertesis.uach.cl/tesis/uach/2007/fap657d/doc/fap657d.pdf 25. Polashock J. 2017. Diseases of Blueberry (Vaccinium spp.). Disponible en: https://www.apsnet.org/edcenter/resources/commonnames/Pages/Blueb erry.aspx 57 26. Rivadeneira M., Tesón N., Costa N. 2005. Metodología de Observación Fenológica en Arándanos. Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria. Argentina. 117p. 27. Rivera M.C., Wright E.R., Pérez B.A., González Rabellino P. & Pérez,J.A. 2009. Enfermedades del arándano. En: Guía de enfermedades, plagas y malezas del arándano. Buenos Aires. Argentina. 168p. 28. Rodarte A.D., Eichholz I., Rohn S., Kroh L.W., Huyskens S. 2008. Phenolic profile and antioxidant activity of highbush blueberry (Vaccinium corymbosum L.) during fruit maturation and ripening. Institute of Food technology and Food Chemistry, Techical Universit of Berlin. Germany. Science Direct, 109 (2008) 564-572. 29. Salas D. 2017. Cultivo de Arándanos. Disponible en: http://proyectosperuanos.com/cultivo_de_arandanos/ 30. Sánchez E. 2006. Diagnóstico y proyección de la producción de arándanos en la zona sur de Chile. Facultad de Ciencias agrarias. Universidad Austral de Chile. Valdivia. Chile. 93p. Disponible en: http://cybertesis.uach.cl/tesis/uach/2006/fas211d/doc/fas211d.pdf 31. Sudsuki F. 2002. Arándanos, un Cultivo de frutales menores. Universidad de Santiago, Chile. 97p. 58 32. Sutton B. 1980. The Coelomycetes: Fungi imperfect with Pycnidia, Acervuli and Stromata. Commonwealth Mycological Institute Kew. Surrey. England. 33. Torres C. 2015. Principales plagas y enfermedades del arándano en el Perú. Disponible en: https://arandanosperu.pe/2015/11/20/principales-plagas-y- enfermedades-en-el-arandano-en-el-peru/ 34. Undurraga P. y Vargas S. 2013. Manual del arándano. Boletín INIA N° 263. 120 p. Instituto de Investigaciones Agropecuarias INIA, Centro Regional de Investigación Quilamapu, Chillán, Chile. Disponible en: http://biblioteca.inia.cl/medios/biblioteca/boletines/NR39094.pdf 35. Vasquez P., Baldomá J., Wright E., Pérez A., Sesar D., Pérez B. 2007. Firt Report of Blueberry Botrytis Blight in Buenos Aires, Entre Rios, and Cordoba, Argentina. Plant Diseases. Vol.91(5). 36. Wach D. 2008. Estimation of growth and yielding of higbsh blueberry (Vaccinium corymbosum L.) cultivated on soil developed from weakly loamy sand. Department of Soil and Fertilisation of Horticultural Plants. University of Life Sciences. Lublin. Poland. 37. Ward N. 2013. Blueberry Root Rot. Plant Pathology Fact Sheet. College of Agriculture. University of Kentucky. Disponible en: https://plantpathology.ca.uky.edu/files/ppfs-fr-s-19.pdf 38. Wiseman M., Serdani M., Putnam L. 2017. Blueberry in the United States Caused by Lasiodiplodia mediterranea. Plant Diseases. Vol. 101(7). 59 39. Wright A.F., Harmon P.F. 2010. Identification of species in the Botryosphaeriaceae family causing stem blight on southern highbush blueberry in Florida. Plant Dis. 94:966-971 Disponible en: https://apsjournals.apsnet.org/doi/pdf/10.1094/PDIS-94-8- 0966 40. Wright E., Rivera C., Cheheid A., Rodriguez A. 2007. Alternaria leaf spot, Twig Blight and Fruit rot of Highbush Blueberry in Argentina. Plant Disease. Vol.88(12). 41. Wright E., Pérez B., Fernández R., Asciutto K., Rivera M., Murillo F., Vasquez P., Pérez A., Rosato M., Crelier A., Baldoma J. 2013. Conocimiento actual sobre enfermedades de arándano. INTA. Facultad de Agronomia. Buenos Aires. Argentina. 42. Zhao L., Wang Y., Zhang Y. 2019. Stem Blight of Blueberry Caused by Lasiodiplodia vaccinii sp. Nov. in China. Plant Disease. Vol.19(79). 43. Zhu X., Xiau C., 2015. Phylogenetic, Morphological, and pathogenic Characterization of Alternaria Species associated with fruit rot of blueberry in California. Phytopathology 105: 1555-1567. 60 61